A fast method for detecting Salmonella enteritidis based on PCR-CRISPR/Cas12a
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摘要:目的
针对食源性病原菌肠炎沙门菌Salmonella enteritidis，开发一种CRISPR(Clustered regularly interspaced short palindromic repeat)技术结合聚合酶链式反应(Polymerase chain reaction, PCR)的检测方法，以实现肠炎沙门菌的早期快速诊断和防控。
方法根据保守基因sdfI序列，进行PCR引物筛选。使用不同质量浓度的肠炎沙门菌基因组进行灵敏度测试；利用大肠埃希菌Escherichia coli、金黄色葡萄球菌Staphylococcus aureus、多杀性巴氏杆菌Pasteurella multocida、粪肠球菌Salmonella choleraesuis、猪霍乱沙门氏菌Enterococcus faecalis基因组进行特异性检验。最后，使用建立的方法检测小肠样品中肠炎沙门菌的污染情况。
结果该方法可检出小肠样品中的肠炎沙门菌，检测限为1.72 × 100 μL−1，特异性良好，且与大肠埃希菌、金黄色葡萄球菌、多杀性巴氏杆菌、粪肠球菌、猪霍乱沙门氏菌均无交叉反应。
结论本研究建立了一种较为轻便、可用于早期诊断肠炎沙门菌的方法，具有良好的灵敏度和特异性，为肠炎沙门菌快速诊断提供了新方法。
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关键词:
- 肠炎沙门菌 /
- sdfI基因 /
- 聚合酶链式反应 /
- CRISPR/Cas12a系统
Abstract:ObjectiveTo realize early detection, prevention and control of Salmonella enteritidis, a detection method was established by combining CRISPR(Clustered regularly interspaced short palindromic repeat) technology with polymerase chain reaction (PCR).
MethodPCR primers were screened based on the conserved sdfI gene sequence. The sensitivity test was conducted using S. enteritidis genomes at different concentrations, while the specificity tests were conducted using the genomes of Escherichia coli, Staphylococcus aureus, Pasteurella multocida, Salmonella choleraesuis and Enterococcus faecalis. Subsequently, the developed method was applied for the detection of S. enteritidis in small intestinal samples.
ResultThis method was capable of identifying S. enteritidis in small intestinal samples, with a detection limit of 1.72 × 100 μL−1, showing excellent specificity and no cross-reactivity with E. coli, S. aureus, P. multocida, S. choleraesuis and E. faecalis.
ConclusionThis study develops a compact diagnostic method for the early detection of S. enteritidis, showing excellent sensitivity and specificity. This innovation presents a fresh perspective for the swift identification of S. enteritidis.
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Keywords:
- Salmonella enteritidis /
- sdfI gene /
- PCR /
- CRISPR/Cas12a system
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猪格拉瑟病是由副猪格拉瑟菌Glaesserella parasuis引起的以猪的多发性浆膜炎、脑膜炎、关节炎、心包炎为特征的细菌性传染病[1]。G. parasuis可感染断奶至屠宰任何阶段的猪群，并且与多种细菌、病毒、支原体等病原的混合感染广泛发生，给养猪业带来严重损失[2-3]。G. parasuis具有很强的基因变异性[4]，目前已知有15种血清型，不同血清型在基因型构成、毒力方面差异较大，这极大地制约了人们对G. parasuis感染的控制[5-7]，使得该病成为世界范围内引起仔猪死亡的重要因素之一。在临床治疗中，抗生素的广泛使用加速了G. parasuis耐药性的产生，为该病的防控带来巨大挑战。疫苗免疫是G. parasuis防控的主要手段，当前中国市场上的G. parasuis可用商品化疫苗主要是本地分离株灭活苗类。但灭活苗的保护效果有限，不同血清型之间缺少交叉保护作用[8]，而不同猪群流行的G. parasuis血清型可能不同，甚至同一头病猪的不同部位也可能存在不止一种血清型[9]。因此，研究具有交叉保护力的新型疫苗成为G. parasuis防控研究的重点[10]。
磷酸甘油醛脱氢酶(Glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase，GAPDH)是广泛存在于真核生物以及原核生物中的一种酶，可与免疫细胞表面的受体结合激活相关信号通路。研究发现，GAPDH是G. parasuis的新型免疫原[11]，Fu等[12]通过基因测序与生物信息学分析发现，GAPDH广泛存在于各种血清型的G. parasuis中并且高度保守。但GAPDH作为G. parasuis普遍存在的免疫原性蛋白，却较少有针对该蛋白重组疫苗株的研究。外膜蛋白(Outer membrane proteins，OMPs)是细菌表面重要的抗原成分，能够参与决定宿主的特异性免疫应答。有学者发现在针对G. parasuis的免疫应答中存在OMPs的抗体，但没有脂多糖等成分的抗体，这表明OMPs比该生物体其他成分或许更具有免疫原性[13]。多个团队的研究者[14-16]从G. parasuis基因组中筛选出不同的OMPs作为潜在毒力相关因素，并证实其在豚鼠、小鼠模型中对致死量G. parasuis的攻击具有显著的保护作用。已有研究[17]显示，编码G. parasuis GAPDH和OmP26蛋白的基因在G. parasuis不同血清型菌株中普遍存在，且能够介导免疫反应，这意味着它们有可能成为广谱的免疫原。
理想的疫苗载体应具备多种优良特性，包括安全性、免疫原性等。赵战勤等[18]通过基因工程方法构建猪霍乱沙门氏菌Salmonella choleraesuis asd−缺失株C500Δasd，并证明该缺失株相较亲本菌株C500毒力降低；同时具有良好的生长特性、稳定的遗传背景及高效的表达能力。随后，徐引弟等[19]和赵战勤等[20]对C500Δasd缺失株展开更进一步研究，证实在C500Δasd缺失株中插入不同外源抗原如支气管败血波氏杆菌免疫原性基因、巴氏杆菌毒素基因后重组菌株仍具有良好的遗传稳定性，并高效表达外源抗原，将重组菌株通过口服免疫小鼠和仔猪，外源抗原有良好的表达活性，且接种动物无任何不良反应。上述研究成果表明，C500Δasd缺失株是构建重组菌株的有力候选载体。
因此，本研究选择GAPDH基因和OmP26基因作为免疫原性基因，将上述基因同时导入S. choleraesuis C500Δasd缺失株，以求构建能够高效表达G. parasuis免疫基因，同时能有效刺激机体产生针对S. choleraesuis特异性免疫保护作用的重组菌株，并对其基本生物学特性及免疫效果进行评估；旨在探索一种更为有效的猪格拉瑟病防控策略，同时为G. parasuis和S. choleraesuis混合感染的防控提供新的思路和方法，以应对这2种疾病给养猪业带来的挑战。
1. 材料与方法
1.1 主要试剂和试验动物
S. choleraesuis C500弱毒疫苗株的asd基因缺失株、大肠埃希菌Escherichia coli x6097及无抗性原核表达质粒pYA3493由华南农业大学兽医学院动物传染病教研室保存；限制性内切酶EcoR I + Sal I、Sal I + Hind III等各种内切酶购自New England Biolabs公司；T4 DNA连接酶购自TaKaRa公司；His标签蛋白纯化试剂盒(P2226)购自碧云天公司；4周龄雌性BALB/c小鼠购自广东省实验动物中心。
1.2 引物设计和基因克隆
参考Genebank中G. parasuis血清5型SH02165菌株的膜蛋白基因GAPDH(GenBank ID：
72785966 )和外膜蛋白基因OmP26(GenBank ID：219691637 )的序列，利用Primer 5.1设计引物(GAPDH-F：CGGAATTCATGGCAATTAAAATTG，GAPDH-R：GCGTCGACTTAGCCTTTGTAGTTG；OmP26-F：GCGTCGACATGAAAAATTTATTTAAACTTGC，OmP26-R：CCAAGCTTTTATTTTTTCACTTCTTCTGG)，并以G. parasuis SH02165菌株的基因组为模板扩增引物。1.3 重组质粒的构建
分别利用限制性内切酶EcoR I + Sal I、Sal I + Hind III对“1.2”回收获得的基因片段GAPDH、OmP26进行双酶切，原核表达质粒pYA3493使用对应限制性内切酶进行双酶切，然后经琼脂糖凝胶电泳回收GAPDH、OmP26基因片段与相应的线性质粒pYA3493，以T4 DNA连接酶进行连接。将质粒转入x6097，涂布在无抗性培养基上，挑取单菌落，在LB液体培养基中于37 ℃培养12 h后进行质粒小提，以酶切鉴定方法获取阳性克隆pYA-GAPDH和pYA-OmP26。用Sal I + Hind III双酶切基因片段OmP26与pYA-GAPDH载体，回收、纯化、连接后转入x6097，重复上述步骤，获得pYA-GAPDH-OmP26质粒，并将其送至上海生工生物工程有限公司进行测序鉴定。
1.4 重组菌株的构建
将重组质粒pYA-GAPDH、pYA-OmP26和pYA-GAPDH-OmP26电转入C501，完成电击后迅速加入37 ℃预热培养基，并将菌液转移到无菌管中；于37 ℃、120 r/min震荡1 h培养后离心收集菌体，重悬于单纯培养基并涂布于LB平皿表面。使用目的基因引物对平皿表面生长的菌落进行扩增鉴定。
1.5 重组菌株的遗传与生长稳定性
重组菌株C501(pYA-GAPDH)、C501(pYA-OmP26)及C501(pYA-GAPDH-OmP26)在无抗性LB液体培养基中连续传代培养，每25代进行PCR鉴定，测定其遗传特性。于37 ℃条件下培养重组菌株，每隔1 h测定D600 nm，以菌液培养时间为横坐标，菌液D600 nm为纵坐标绘制重组菌株的生长曲线。
1.6 重组菌株的生化特性与表达特性
将重组菌株C501(pYA-GAPDH)、C501(pYA-OmP26)及C501(pYA-GAPDH-OmP26)培养于无抗性LB液体培养基中，转接至以阿拉伯糖、乳糖、棉子糖、山梨醇、淀粉、半乳糖、葡萄糖、甘露糖、果糖、鼠李糖和麦芽糖等为唯一碳源的细菌微量生化鉴定管进行生化试验。对重组菌株全菌裂解物进行Western-Blot鉴定。
1.7 重组菌株C501(pYA-GAPDH-OmP26)对小鼠的免疫试验
选取40只4周龄雌性BALB/c小鼠，分3组：C501(pYA-GAPDH-OmP26)组(20只小鼠)、C501(pYA3493)组(10只小鼠)、PBS阴性对照组(10只小鼠)，按每只5×108 CFU/mL剂量皮下多点位注射。首次免疫后第14天进行加强免疫，操作程序同首次免疫。加强免疫14 d后各组分别按照每只2.5×109 CFU/mL剂量腹腔攻毒G. parasuis 5型强毒株SH0165和每只5×107 CFU/mL剂量灌胃攻毒S. choleraesuis强毒株C78-1，各小组中2种菌株攻毒相同数量小鼠，连续观察14 d，记录发病及死亡情况。
2. 结果与分析
2.1 重组菌株的构建
目的基因GAPDH和OmP26扩增结果分别为1 020、798 bp，与预期片段长度一致，测序结果正确(图1)。重组质粒pYA-GAPDH、pYA-OmP26酶切鉴定均能成功扩增出约3 000 bp的外源基因片段(图2)。pYA-GAPDH、pYA-OmP26和pYA-GAPDH-OmP26测序结果均符合预期。重组菌株C501(pYA-GAPDH)、C501(pYA-OmP26)及C501(pYA-GAPDH-OmP26)用GAPDH、OmP26引物扩增，测序结果与目的外源基因一致。
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图 1 目的基因PCR扩增片段Figure 1. PCR amplified fragments of target genesM: DNA Marker, 1: GAPDH, 2: OmP26.![]()
图 2 重组质粒pYA-GAPDH和pYA-OmP26的酶切鉴定Figure 2. Enzymatic identification of recombinant plasmids pYA-GAPDH and pYA-OmP26M: DNA Marker, 1: pYA-GAPDH, 2: pYA-OmP26.2.2 重组菌株遗传与生长稳定性
重组菌株C501(pYA-GAPDH)、C501(pYA-OmP26)及C501(pYA-GAPDH-OmP26)连续传代100代，每25代进行1次PCR鉴定，结果显示，不同代次均能扩增出外源基因条带(图3)，表明重组质粒pYA-GAPDH、pYA-OmP26和pYA-GAPDH-OmP26均能在宿主菌菌株C501中稳定遗传。重组菌株的生长曲线与对照菌株C501(pYA3493)非常接近(图4)，表明外源基因基本不影响宿主菌株生长趋势。
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图 3 重组菌株遗传稳定性M：DNA Marker；1~4：C501(pYA-GAPDH) 25、50、75、100代；6~9：C501(pYA-OmP26) 25、50、75、100代；11~14：C501(pYA-GAPDH-OmP26) 25、50、75、100代；5、10：pYA3493。Figure 3. Genetic stability of recombinant strainsM: DNA Marker; 1−4: C501(pYA-GAPDH) 25, 50, 75, 100 generations; 6−9: C501(pYA-OmP26) 25, 50, 75, 100 generations; 11−14: C501(pYA-GAPDH-OmP26) 25, 50, 75, 100 generations; 5, 10: pYA3493.![]()
图 4 重组菌株C501(pYA-GAPDH-OmP26)与对照菌株C501(pYA3493)的生长曲线Figure 4. Growth curves of recombinant strain C501 (pYA-GAPDH-OmP26) and control strain C501 (pYA3493)2.3 重组菌株生化特性
重组菌株C501(pYA-GAPDH)、C501(pYA-OmP26)及C501(pYA-GAPDH-OmP26)与对照菌株C501(pYA3493)均不能利用阿拉伯糖、乳糖、棉子糖、山梨醇、淀粉和半乳糖，但可以利用葡萄糖、甘露醇、果糖、麦芽糖和鼠李糖(表1)，表明外源片段引入不影响Salmonella自身的生化特性。
表 1 重组沙门氏菌对不同碳源的利用情况1)Table 1. Utilization of different carbon sources by recombinant Salmonella spp.菌株
Strain阿拉伯糖Arabinose 乳糖Lactose 棉子糖Raffinose 山梨醇Sorbitol 淀粉Starch 半乳糖Galactose 葡萄糖Glucose 甘露醇Mannitol 果糖Fructose 鼠李糖Rhamnose 麦芽糖Maltose C501(pYA3493) − − − − − − + + + + + C501(pYA-GAPDH) − − − − − − + + + + + C501(pYA-OmP26) − − − − − − + + + + + C501(pYA-GAPDH-OmP26) − − − − − − + + + + + 1) −：阴性；+：阳性。
1) −: Negative; +: Positive.2.4 重组菌株表达特性
重组菌株C501(pYA-GAPDH)、C501(pYA-OmP26)全菌裂解物Western-Blot结果显示，与空质粒对照相比，重组疫苗菌株能够正确表达外源蛋白，蛋白相对分子质量分别为37 400、37 000(图5)。
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图 5 重组菌株Western-Blot分析Mr：相对分子质量，M：Marker，1：C501(pYA3493)，2：C501(pYA-GAPDH)，3：C501(pYA-OmP26)。Figure 5. Western-Blot analysis of recombinant strainsMr: Relative molecular mass, M: Marker, 1: C501(pYA3493), 2: C501(pYA-GAPDH), 3: C501(pYA-OmP26).2.5 免疫小鼠攻毒保护试验
C501(pYA-GAPDH-OmP26)组免疫小鼠对S. choleraesuis强毒株C78-1攻毒的保护率为62.5%，对G. parasuis 5型强毒株SH0165攻毒的保护率为50.0%；C501(pYA3493)组、PBS对照组对G. parasuis 5型强毒株SH0165攻毒的保护率均为0(图6)。
3. 讨论与结论
3.1 讨论
接种疫苗是预防猪格拉瑟病的有效措施。但现有的商业疫苗对异源菌株的交叉保护作用有限，不能提供广泛的异源保护[21]。如基于血清型2和5组合、血清型1和6组合的市售疫苗，对其他血清型甚至同一血清型不同菌株的保护力常常无法达到预期[22]。因此，研发对不同血清型具有交叉保护作用的新型疫苗对该病的防治具有重要意义。诸多研究表明，S. choleraesuis C500Δasd缺失株作为活疫苗载体能够同时表达多种不同病原的抗原，且具有极高的安全性和可行性，作为胞内侵袭细菌，Salmonella能够有效递呈抗原，激发机体产生抗Salmonella免疫反应，同时诱导产生针对外源基因的特异性细胞免疫和体液免疫[23-24]。S. choleraesuisC500Δasd缺失株导入含asd质粒后才能在无外源二氨基庚二酸条件下存活，这使得质粒携带的外源基因不易丢失，同时避免Salmonella过度繁殖[25-26]。本研究选取的外源抗原OmP26是G. parasuis的外膜蛋白，本身具有良好的免疫活性；GAPDH作为G. parasuis多种血清型普遍存在的蛋白，具有免疫调节功能。将二者结合同时克隆，可增加机体可识别的抗原位点，从而提高机体免疫应答的效率。同时，GAPDH和OmP26二者同时表达可能存在协同刺激免疫系统的效果，产生更强的免疫反应。此外，同时包含GAPDH和OmP26基因的表达载体对于血清型众多的G. parasuis而言，能够提供更广泛的保护。
基于此，本研究从G. parasuis中筛选出具有良好免疫效应的蛋白GAPDH、OmP26，将其同时插入S. choleraesuis C500Δasd缺失株，成功构建二联基因工程弱毒株C501(pYA-GAPDH-OmP26)。试验结果显示，C501(pYA-GAPDH-OmP26)能稳定携带、表达外源基因，并与对照菌株C501(pYA3493)具有相近的生物学特性，表明外源片段的插入基本不影响宿主菌株的生长与代谢。通过皮下注射C501(pYA-GAPDH-OmP26)免疫的小鼠对致死剂量的G. parasuis强毒株表现出50.0%的保护率，与对照组C501(pYA3493)组、PBS组(保护率为0)均存在明显差异。同时，C501(pYA-GAPDH-OmP26)、C501(pYA3493)对S. choleraesuis C78-1的保护率分别为62.5%、50.0%，说明外源GAPDH和OmP26抗原的表达没有降低C500Δasd缺失株针对Salmonella感染的免疫保护力。但该重组菌株在小鼠与在猪体内引发的免疫反应可能存在差异，目前针对G. parasuis重组疫苗菌株的研究也大都在小鼠试验模型上进行，少有在猪模型上检验[27]。在后续研究中，有必要在本体动物仔猪动物模型中进一步评估该重组菌株的免疫效力。
3.2 结论
本研究选取G. parasuis的GAPDH和OmP26为外源性抗原并成功研制G. parasuis-S. choleraesuis二联基因工程弱毒株C501(pYA-GAPDH-OmP26)，与空质粒组C501(pYA3493)相比，该重组菌株对G. parasuis 5型强毒株SH0165的保护效果更好且存在明显差异，同时保留了对S. choleraesuis C78-1的高效保护，为进一步研发G. parasuis新型疫苗提供了参考。
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图 1 PCR-CRISPR/Cas12a检测方法的定量评价
“*” “**” “***”分别表示处理与阴性对照(CK)在0.05、0.01、0.001水平差异显著(t检验)。
Figure 1. Quantitative evaluation of PCR-CRISPR/Cas12a detection method
“*” “**” “***” indicate significant differences between treatment and the negative control at the 0.05, 0.01, and 0.001 levels, respectively(t test).
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图 2 PCR灵敏度检测
M：DL500 DNA Marker，1~11表示肠炎沙门菌基因组含量分别为1.72×108、1.72×107、1.72×106、1.72×105、1.72×104、1.72×103、1.72×102、1.72×101、1.72×100、1.72×10−1和1.72×10−2 μL−1。
Figure 2. Sensitivity detection of PCR
M：DL500 DNA Marker, 1-11 indicate that the genome content of Salmonella enteritidis is 1.72×108, 1.72×107, 1.72×106, 1.72×105, 1.72×104, 1.72×103, 1.72×102, 1.72×101, 1.72×100, 1.72×10−1 and 1.72×10−2 μL−1.
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图 3 PCR特异性检测
M：DL500 DNA Marker，1~6分别为肠炎沙门菌、大肠埃希菌、金黄色葡萄球菌、多杀性巴氏杆菌、猪霍乱沙门氏菌和粪肠球菌，CK为阴性对照。
Figure 3. Specificity detection of PCR
M：DL500 DNA Marker, 1: Salmonella enteritidis, 2: Escherichia coli, 3: Staphylococcus aureus, 4: Pasteurella multocida, 5: Enterococcus faecalis, 6: Salmonella choleraesuis, CK: Negative control.
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图 4 CRISPR/Cas12a特异性检测
1~6分别为肠炎沙门菌、大肠埃希菌、金黄色葡萄球菌、多杀性巴氏杆菌、猪霍乱沙门氏菌和粪肠球菌，CK为阴性对照；“***”表示菌株与阴性对照(CK)在0.001水平差异显著(t检验)。
Figure 4. Specificity detection of CRISPR/Cas12a
1: Salmonella enteritidis, 2: Escherichia coli, 3: Staphylococcus aureus, 4: Pasteurella multocida, 5: Enterococcus faecalis, 6: Salmonella choleraesuis, CK: Negative control; “***” indicate significant difference between treatment and the negative control at 0.001 level (t test).
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图 5 PCR-CRISPR/Cas12a联合检测方法的应用
“*”表示编号4、13、20、21、37、38的样品与阴性对照(CK)差异显著(P<0.05，t检验)，表明有肠炎沙门菌污染现象。
Figure 5. Application of the PCR-CRISPR/Cas12a combined assay method
“*” indicates that the samples with code 4, 13, 20, 21, 37 and 38 were significantly different from the negative control, indicating that these samples were infected with Salmonella enteritidis.
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图 6 PCR检测禽小肠样本肠炎沙门菌的污染情况
M：DL500 DNA Marker; “+”“−”分别表示阳性和阴性对照；样品4、13、20、21、37、38检出肠炎沙门菌污染。
Figure 6. Detection of Salmonella enteritidis in small intestine samples by PCR
M：DL500 DNA Marker; “+” “−” indicate positive control and negative control; The samples with code 4, 13, 20, 21, 37 and 38 were infected with Salmonella enteritidis.
表 1 PCR和crRNA引物设计
Table 1 Design of PCR primers and crRNA primers
引物名称
Primer name引物序列(5′→3′)
Primer sequenceSe F1 GCGGTTTGATGTGGTTGG Se F2 GGGGAGGGAGGAGCTTTA Se F3 CCTTGACGCTGATACAGATA Se F4 CGAGCATGTTCTGGAAAG Se R1 TGGCTGGCGAATGGTGAG Se R2 TGGCGCGTTATATTTGTCAT Se R3 AGGTGGTGGCTGGCGAAT Se R4 CAGACAACAGGCTGATTTA Se R5 AACATGCTCGCTGCACAA Se R6 AAGAGTTACGACCGGATTTG crRNA1-262fw UAAUUUCUACUAAGUGUAG
AUGUAAAUCAGCCUGUUGUCUGcrRNA2-207fw UAAUUUCUACUAAGUGUAG
AUCAGAACAUGCUCGCUGCACAAcrRNA3-177rev UAAUUUCUACUAAGUGUAG
AUAGCCGGUCAAUGAGUUUUUCU
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